Репаративная сборка хроматина играет важную роль в стабильности генома

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

При завершении репарации ДНК важную роль играют процессы, связанные с восстановлением нормальной структуры хроматина. Некорректная сборка хроматина может привести к геномным перестройкам, которые, в свою очередь, могут быть причиной развития многих болезней, включая рак. Ранее мы обнаружили, что нарушения правильности сборки нуклеосом и их ремодулирования в процессе репаративной сборки хроматина приводят к повышенному уровню мутагенеза. В настоящей работе мы показали, что мутация asf1Δ имеет конститутивно гиперактивированную киназу Rad53, что служит причиной дезорганизации структуры хроматина и значительно изменяет спектр спонтанных репаративных мутаций. Нарушение сайта связывания адаптерного белка Rad9 с ДНК в результате инактивации гена DOT1 нивелирует hif1Δ-специфический мутагенез, который является следствием некорректной репаративной сборки нуклеосом. Отсутствие белка Rad9 при нормальных условиях роста и при обработке низкими дозами УФ-лучей приводит к аберрантной активации комплекса RNR. При этом дальнейшее увеличение дозы УФ-облучения практически не влияет на экспрессию RNR3. Эти результаты подтверждают, что корректная сборка хроматина критична для нормального функционирования генома.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

И. И. Скобелева

Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова Национального исследовательского центра “Курчатовский институт”

Автор, ответственный за переписку.
Email: alekseeva_ea@pnpi.nrcki.ru
Россия, Ленинградская область, Гатчина, 188300

Т. А. Евстюхина

Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова Национального исследовательского центра “Курчатовский институт”; Курчатовский геномный центр – ПИЯФ

Email: alekseeva_ea@pnpi.nrcki.ru
Россия, Ленинградская область, Гатчина, 188300; Ленинградская область, Гатчина, 188300

Е. А. Алексеева

Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова Национального исследовательского центра “Курчатовский институт”; Курчатовский геномный центр – ПИЯФ

Email: alekseeva_ea@pnpi.nrcki.ru
Россия, Ленинградская область, Гатчина, 188300; Ленинградская область, Гатчина, 188300

А. В. Торощина

Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова Национального исследовательского центра “Курчатовский институт”

Email: alekseeva_ea@pnpi.nrcki.ru
Россия, Ленинградская область, Гатчина, 188300

В. Т. Пешехонов

Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова Национального исследовательского центра “Курчатовский институт”; Курчатовский геномный центр – ПИЯФ

Email: alekseeva_ea@pnpi.nrcki.ru
Россия, Ленинградская область, Гатчина, 188300; Ленинградская область, Гатчина, 188300

Д. В. Федоров

Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова Национального исследовательского центра “Курчатовский институт”

Email: alekseeva_ea@pnpi.nrcki.ru
Россия, Ленинградская область, Гатчина, 188300

В. Г. Королев

Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова Национального исследовательского центра “Курчатовский институт”; Курчатовский геномный центр – ПИЯФ

Email: alekseeva_ea@pnpi.nrcki.ru
Россия, Ленинградская область, Гатчина, 188300; Ленинградская область, Гатчина, 188300

Список литературы

  1. Evstyukhina T.A., Alekseeva E.A., Fedorov D.V. et al. Genetic analysis of the Hsm3 protein function in yeast Saccharomyces cerevisiae NuB4 complex // Genes. 2021. V. 12. P. 1083. https://doi.org/10.3390/ genes12071083
  2. Alekseeva E.A., Evstyukhina T.A., Peshekhonov V.T. et al. The role of the RPD3 complex of Saccharomyces cerevisiae yeast in the activation of UV-induced expression of RNR complex genes // J. Biomed. Res. Environ. Sc. 2024. V. 5. P. 360–372. https://doi.org/10.37871/jbres1902
  3. Alekseeva E.A., Evstyukhina T.A., Peshekhonov V.T., Korolev V.G. Participation of the HIM1 gene of yeast Saccharomyces cerevisiae in the error-free branch of post-replicative repair and role Polη in him1-dependent mutagenesis // Curr Genet. 2021. V. 67. P. 141–151. https://doi.org/10.1007/s00294-020-01115-6
  4. Evstyukhina T.A., Alekseeva E.A., Peshekhonov V.T. et al. The role of chromatin assembly factors in induced mutagenesis at low levels of DNA damage // Genes. 2023. V. 14. P. 1242. https://doi.org/10.3390/genes14061242
  5. Евстюхина Т.А., Алексеева Е.А., Скобелева И.И. и др. Роль различных субъединиц ремоделирующего комплекса INO80 в репарационной сборке хроматина у дрожжей Saccharomyces cerevisiae // Генетика. 2024. Т. 60. № 7. P. 000.
  6. Weinert T.A., Hartwell L.H. The RAD9 gene controls the cycle response to DNA damage checkpoint in Saccharomyces cerevisiae // Science. 1988. V. 241. P. 317–322. https://doi.org/10.1126/science.3291120
  7. Vialarg J.E., Gilbert C.S., Green C.M., Lowndes N.F. The budding yeast Rad9 checkpoint protein is subjected to Mec1/Tel1-dependent hyperphosphorylation and interacts with Rad53 after DNA damage // EMBO J. 1998. V. 17. P. 5679–5688. https://doi.org/10.1093/emboj/17.19.5679
  8. Granata M., Lazzaro F., Novarina D. et al. Dynamics of Rad9 chromatin binding and checkpoint function are mediated by its demirization and are cell cycle-regulated by CDK1 activity // PLoS Genetics. 2010. V. 6. P. e1001047. doi:10.1371/ journal.gen.1001047
  9. Sun Z., Hsiao J., Fay D.S., Stern D.F. Rad53 FHA domain associated with phosphorylated Rad9 in the DNA damage checkpoint // Science. 1998. V. 281. P. 272–274. https://doi.org/10.1126/science.281.5374.272
  10. Wysocki R., Javaheri A., Allard S. et al. Role of Dot1-dependent histone 3 methylation in G, and S phase DNA damage checkpoint functions of Rad9 // Mol. Cell. Biol. 2005. V. 25. P. 8430–8443. https://doi.org/10.1128/MCB.25.19.8430-8443.2005
  11. Javaheri A., Wisocki R., Jobin-Robitaille O. et al. Yeast G1 DNA damage checkpoint regulation by H2A phosphorylation is independent of chromatin remodeling // PNAS. 2006. V. 12. P. 13771–13776. doi/10.1073/pnas.0511192103
  12. Захаров И.А., Кожин С.А., Кожина Т.А. и др. Сборник методик по генетике дрожжей-сахаромицетов, изд. 2-е. Л.: Наука, 1984. 144 с.
  13. Keck K.M., Pemberton L.F. Histone chaperon link histone nuclear import and chromatin assembly // Biochim. Biophys. Acta. 2012. V. 1819. P. 277–289. https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2011.09.007
  14. Adkins M.W., Williams S.K., Linger J., Tyler J.K. Chromatin disassembly from the PHO5 promoter is essential for the recruitment of the general transcription machinery and coactivators // Mol. Cell. Biol. 2007. V. 27. P. 6372–6382. https://doi.org/10.1128/MCB.00981-07
  15. Mousson F., Ochsenbein F., Mann C. The histone chaperone Asf1 at the crossroads of chromatin and DNA checkpoint pathways // Chromosoma. 2007. V. 116. P. 79–93. https://doi.org/10.1007/s00412-006-0087-z
  16. Tyler J.K., Adams C.R., Chen S.R. et al. The RCAF complex mediates chromatin assembly during DNA replication and repair // Nature. 1999. V. 402. P. 555–560. https://doi.org/10.1038/990147
  17. Prado F., Cortes-Ledesma F., Aguilera A. The absence of the yeast chromatin assembly factor Asf1 increases genomic instability and sister chromatid exchange // EMBO Rep. 2004. V. 5. P. 497–502. https://doi.org/10.1038/sj.embor.7400128
  18. Myung K., Pennaneach V., Kats E.S., Kolodner R.D. Saccharomyces cerevisiae chromatin-assembly factors that act during DNA replication function in the maintenance of genome stability // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. P. 6640–6645. https://doi.org/10.1073/pnas.1232239100
  19. Kozmin S.G., Pavlov Y.I., Kunkel T.A., Sage E. Roles of Saccharomyces cerevisiae DNA polymerases Polη and Polζ in response to irradiation by simulated sunlight // Nucl. Acids Res. 2003. V. 31. P. 4541–4552. https://doi.org/10.1093/nar/gkg489
  20. Кожина Т.Н., Евстюхина Т.А., Пешехонов В.Т. и др. Гистон-метилазы Dot1 и Set2 контролируют уровень спонтанного и УФ-индуцированного мутагенеза в дрожжах Saccharomyces cerevisiae // Генетика. 2016. Т. 52. № 3. С. 300–310.
  21. Sharp J.A., Fouts E.T., Krawitz D.C., Kaufman P.D. Yeast histone deposition protein Asf1p requires Hir proteins and PCNA for heterochromatic silencing // Curr Biol. 2001. V. 11. P. 463–473. https://doi.org/10.1016/s0960-9822(01)00140-3
  22. Ge Z., Wang H., Parthun M.R. Nuclear Hat1p complex (NuB4) components participate in DNA repair-linked chromatin reassembly // J. Biol. Chem. 2011. V. 286. P. 16790–16799. https://doi.org/10.1074/jbc.M110.216846
  23. Bostelman L.J., Keller A.M., Albrecht A.M. et al. Methylation of histone H3 lysine-79 by Dot1p plays multiple roles in the response to UV damage in Saccharomyces cerevisiae // DNA Repair. 2007. V. 6. P. 383–395. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2006.12.010
  24. Conde F., San-Segundo P.A. Role of Dot1 in the response to alkylating DNA damage in Saccharomyces cerevisiae: Regulation of DNA damage tolerance by the error-prone polymerases Polzeta/Rev1 // Genetics. 2008. V. 179. P. 1197–1210. https://doi.org/10.1534/genetics.108.089003

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Относительная нормализованная экспрессия гена RNR3 у различных мутантных штаммов. На гистограмме приведены мутантные штаммы hat1Δ и asf1Δ до и после облучения их ультрафиолетовым светом (после УФ-облучения клетки выдерживали в течение четырех часов при 30°C в термостате для индукции), доза УФ-излучения составляла 256 Дж/м2; *р < 0,05, t-критерий Стьюдента.

Скачать (111KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Инактивация гена RAD9 не влияет на частоту УФ-индуцированного мутагенеза в локусе CAN1 при высоких дозах УФ. На графике представлена частота мутагенеза у штамма дикого типа и мутантного штамма rad9Δ при облучении дозами 14, 28, 42, 84 и 126 Дж/м2 ультрафиолетового излучения. Для рис. 2–6 показаны средние значения и стандартные ошибки среднего значения (± SEM), полученные в результате пяти независимых экспериментов.

Скачать (76KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Инактивация генов RAD9 или DOT1 приводит к снижению частоты УФ-индуцированного мутагенеза в локусе CAN1 при низких дозах УФ и повышенной чувствительности к УФ-свету штамма rad9Δ. На графиках приведены штамм дикого типа и мутантные штаммы rad9Δ и dot1Δ при облучении дозами 7, 14 и 21 Дж/м2 ультрафиолетового излучения.

Скачать (127KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Инактивация генов HIM1 или HIF1 в штамме dot1Δ оказывает влияние на чувствительность к УФ-свету и частоту УФ-индуцированного мутагенеза в локусе CAN1 при низких дозах УФ. На графиках приведены штамм дикого типа и мутантные штаммы dot1Δ, hif1Δ, him1Δ, dot1Δ him1Δ и dot1Δ hif1Δ при облучении дозами 7, 14 и 21 Дж/м2 ультрафиолетового излучения.

Скачать (175KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Инактивация генов IES5 или NHP10 в штамме dot1Δ оказывает влияние на чувствительность к УФ-свету и частоту УФ-индуцированного мутагенеза в локусе CAN1 при низких дозах УФ. На графиках приведены штамм дикого типа и мутантные штаммы ies5Δ, nhp10Δ, dot1Δ ies5Δ и dot1Δ nhp10Δ при облучении дозами 7, 14 и 21 Дж/м2 ультрафиолетового излучения.

Скачать (171KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Инактивация гена NHP10 в штамме rad53+HA-F не влияет на чувствительность к УФ-свету и приводит к снижению частоты УФ-индуцированного мутагенеза в локусе CAN1 при низких дозах УФ. На графиках приведены штамм дикого типа и мутантные штаммы nhp10Δ, rad53+HA-F и nhp10Δ rad53+HA-F при облучении дозами 7, 14 и 21 Дж/м2 ультрафиолетового излучения.

Скачать (173KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Относительная нормализованная экспрессия гена RNR3 у различных мутантных штаммов. На гистограмме приведены штамм дикого типа и мутантные штаммы rad9Δ, dot1Δ и dot1Δ nhp10Δ до и после облучения их ультрафиолетовым светом (после УФ-облучения клетки выдерживали в течение четырех часов при 30°C в термостате для индукции), доза УФ-излучения составляла 14 и 256 Дж/м2; *р < 0.05, t-критерий Стьюдента.

Скачать (75KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025