Оценка экспериментальных условий, влияющих на уровень спонтанных мутаций штаммов Salmonella, используемых в тесте Эймса

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Введение. Метод оценки частоты обратных генных мутаций на бактериях (тест Эймса) нашёл широкое применение в практике тестирования мутагенной активности химических веществ. Уровень спонтанного мутирования индикаторных культур является обязательной характеристикой, подлежащей контролю в лаборатории, выполняющей исследования с помощью теста Эймса. В связи с этим важной задачей является оценка факторов, которые могут влиять на уровень спонтанных мутаций в эксперименте и, следовательно, на общее заключение о мутагенности объекта испытания.

Материалы и методы. В эксперименте использовали стандартный чашечный тест без метаболической активации и в присутствии микросомной активирующей смеси.

Результаты. В настоящей работе обобщены данные исторического контроля, полученные в лаборатории в период 2016–2020 гг., установлены пределы колебаний числа ревертантных колоний по каждому штамму и выявлены факторы вариабельности отрицательного контроля. Не обнаружено значимых отличий в формировании спонтанного фона индикаторных культур при использовании ДМСО или воды в качестве растворителей, пробирок из полипропилена или полистирола, а также чашек Петри разных типов. В случае культур ТА1535, ТА102 и ТА100 не выявлено влияния присутствия смеси S9 в эксперименте на спонтанный фон реверсии (р ≤ 0,05). Статистически достоверные отличия количества спонтанных ревертантов (при +S9 или –S9) были найдены для штаммов ТА97 и ТА98. Показано, что важными факторами, приводящими к вариабельности исторического отрицательного контроля, являются объём селективной среды и марка желирующего агента в её составе.

Заключение. Для обеспечения качества экспериментов, согласно принципам надлежащей лабораторной практики и достоверности данных, получаемых с использованием метода оценки обратных генных мутаций, необходима стандартизация операций, предваряющих постановку теста Эймса.

Участие авторов:

Егорова О.В. — концепция и дизайн исследования, сбор литературных данных, сбор материала, анализ результатов, статистическая обработка, написание текста;

Демидова Ю.В. — сбор материала;

Илюшина Н.А. — анализ результатов, написание текста.

Все соавторы — утверждение окончательного варианта статьи, ответственность за целостность всех частей статьи.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов в связи с публикацией данной статьи.

Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.

Об авторах

Ольга Валерьевна Егорова

ФБУН «Федеральный научный центр гигиены имени Ф.Ф. Эрисмана» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека

Автор, ответственный за переписку.
Email: egorovaov@fferisman.ru
ORCID iD: 0000-0003-4748-8771

Канд. биол. наук, ст. науч. сотр. отд. генетической токсикологии, ФБУН «ФНЦГ им. Ф.Ф. Эрисмана» Роспотребнадзора, 141014, Московская область, Мытищи.

e-mail: egorovaov@fferisman.ru

Россия

Ю. В. Демидова

ФБУН «Федеральный научный центр гигиены имени Ф.Ф. Эрисмана» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека

Email: noemail@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-5356-2600
Россия

Н. А. Илюшина

ФБУН «Федеральный научный центр гигиены имени Ф.Ф. Эрисмана» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека

Email: noemail@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-9122-9465
Россия

Список литературы

  1. Eastmond D., Hartwig A., Anderson D., Anwar W., Cimino M., Dobrev I., et al. Mutagenicity testing for chemical risk assessment: update of the WHO/IPCS Harmonized Scheme. Mutagenesis. 2009; 24(4): 341-9. https://doi.org/10.1093/mutage/gep014
  2. Levy D.D., Hakura A., Elespuru R.K., Escobar P.A., Kato M., Lott J., et al. Demonstrating laboratory proficiency in bacterial mutagenicity assays for regulatory submission. Mutat. Res. 2019; 848: 403075. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2019.07.005
  3. Maron D., Ames B.N. Revised methods for the Salmonella mutagenicity test. Mutat. Res. 1983; 113(3-4): 173-215. https://doi.org/10.1016/0165-1161(83)90010-9
  4. Zeiger E. Bacterial Mutation Assays. Methods Mol. Biol. 2013; 1044: 3-26. https://doi.org/10.1007/978-1-62703-529-3_1
  5. Ilyushina N., Egorova O., Rakitskii V. Limitations of pesticide genotoxicity testing using the bacterial in vitro method. Toxicol. in Vitro. 2019; 57: 110-6. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2019.02.018
  6. Egorova O.V., Ilyushina N.A., Rakitskii V.N. Mutagenicity evaluation of pesticide analogs using standard and 6-well miniaturized bacterial reverse mutation tests. Toxicol. in Vitro. 2020; 69: 105006. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2020.105006
  7. Levy D.D., Zeiger E., Escobar P.A., Hakura A., van der Leede M. B.J., Kato M., et al. Recommended criteria for the evaluation of bacterial mutagenicity data (Ames test). Mutat. Res. 2019; 848: 403074. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2019.07.004
  8. Schoeny R., Cross K.P., DeMarini D.M., Elespuru R., Hakura A., Levy D.D., et al. Revisiting the bacterial mutagenicity assays: Report by a workgroup of the International Workshops on Genotoxicity Testing (IWGT). Mutat. Res. 2020; 849: 503137. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2020.503137
  9. Ахальцева Л.В., Журков В.С., Сычёва Л.П., Кривцова Е.К. Генетическая оценка контрольных вариантов штаммов Salmonella typhimurium, используемых в тесте Salmonella/микросомы (тест Эймса). Гигиена и санитария. 2015; 94(7): 103-5
  10. Kato M., Sugiyama K.I., Fukushima T., Miura Y., Awogi T., Hikosaka S., et al. Negative and positive control ranges in the bacterial reverse mutation test: JEMS/BMS collaborative study. Genes Environ. 2018; 40: 7. https://doi.org/10.1186/s41021-018-0096-1
  11. Herbold B.A., Arni P., Driesel A., Engelhardt G., Jäger J., Joosten H.F., et al. Criteria for the standardization of Salmonella mutagenicity tests: results of a collaborative study. II. Studies to investigate the effect of bacterial liquid culture preparation conditions on Salmonella mutagenicity test results. Teratog. Carcinog. Mutagen. 1983; 3(2): 187-93. https://doi.org/10.1002/1520-6866(1990)3:2%3C187::aid-tcm1770030211%3E3.0.co;2-u
  12. Müller W., Engelhart G., Herbold B., Jäckh R., Jung R. Evaluation of mutagenicity testing with Salmonella typhimurium TA102 in three different laboratories. Environ. Health Perspect. 1993; 101(Suppl. 3): 33-6. https://doi.org/10.1289/ehp.101-1521147
  13. Aeschbacher H.U., Friederich U., Seiler J.P. Sensitivity of S. typhimurium TA97a to the type of agar used for preparation of Vogel-Bonner plates. Mutagenesis. 1983; 3(2): 195-203.
  14. Mortelmans K., Zeiger E. The Ames Salmonella/microsome mutagenicity assay. Mutat. Res. 2000; 455(1-2): 29-60. https://doi.org/10.1016/s0027-5107(00)00064-6
  15. Kamath G.H., Rao K.S. Genotoxicity guidelines recommended by International Conference of Harmonization (ICH). Methods Mol. Biol. 2013; 1044: 431-58. https://doi.org/10.1007/978-1-62703-529-3_24
  16. Diehl M.S, Willaby S.L., Snyder R.D. Comparison of the results of a modified miniscreen and the standard bacterial reverse mutation assays. Environ. Mol. Mutagen. 2000; 36(1): 72-7. https://doi.org/10.1002/1098-2280(2000)36:1%3C72::aid-em10%3E3.0.co;2-y
  17. Pant K., Bruce S., Sly J., Laforce M.K., Springer S., Cecil M., et al. Bacterial mutagenicity assays: Vehicle and positive control results from the standard Ames assay, the 6- and 24-well miniaturized plate incorporation assays and the Ames II™ assay. Environ. Mol. Mutagen. 2016; 57(6): 483-96. https://doi.org/10.1002/em.22014
  18. Friederich U., Würgler F.E. The Salmonella/mammalian-microsome assay: variations of the test protocol; results of a questionnaire returned by 87 laboratories. Teratog. Carcinog. Mutagen. 1983; 3(2): 177-82. https://doi.org/10.1002/1520-6866(1990)3:2%3C177::aid-tcm1770030209%3E3.0.co;2-a
  19. Cheli C., DeFrancesco D., Petrullo L.A., McCoy E.C., Rosenkranz H.S. The Salmonella mutagenicity assay: reproducibility. Mutat. Res. 1980; 74(2): 145-50. https://doi.org/10.1016/0165-1161(80)90239-3
  20. Maron D., Katzenellenbogen J., Ames B.N. Compatibility of organic solvents with the Salmonella/microsome test. Mutat. Res. 1981; 88(4): 343-50. https://doi.org/10.1016/0165-1218(81)90025-2
  21. De Raat W.K., Willems M.I., de Meijere F.A. Effects of amount and type of agar on the number of spontaneous revertants in the Ames test. Mutat. Res. 1984; 137(1): 33-7. https://doi.org/10.1016/0165-1218(84)90109-5
  22. Friederich U., Aeschbacher H.U., Seiler J.P., Würgler F.E. The Salmonella/microsome assay: some possible causes for interlaboratory variations. Mutat. Res. 1982; 103(2): 133-220. https://doi.org/10.1016/0165-7992(82)90018-5
  23. Wilcox P., Wedd D.J., Williams W.R.D., Mee C.D., O’Donovan M.R. Sensitivity of Salmonella typhimurium TA97a to the type of agar used for preparation of Vogel-Bonner plates. Mutagenesis. 1992; 7(1): 13-8. https://doi.org/10.1093/mutage/7.1.13
  24. Majeska J.B., Holden H.E., Studwell D. Selection of agar for use in Salmonella typhimurium and Escherichia coli mutation assays. Environ. Mol. Mutagen. 1998; 32(2): 192-6.
  25. Wilson J.D. Jr., Cariello N.F. The Ames miniscreen assay: volatility of sodium azide can cause an increase in the reversion frequencies of adjacent, untreated wells. Environ. Mol. Mutagen. 1997; 29(2): 217-9. https://doi.org/10.1002/(sici)1098-2280(1997)29:2%3C217::aid-em12%3E3.0.co;2-h
  26. Belser W.L. Jr., Shaffer S.D., Bliss R.D., Hynds P.M., Yamamoto L., Pitts J.N. Jr., et al. A standardized procedure for quantification of the Ames Salmonella/mammalian-microsome mutagenicity test. Environ. Mutagen. 1981; 3(2): 123-39. https://doi.org/10.1002/em.2860030204

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Егорова О.В., Демидова Ю.В., Илюшина Н.А., 2024


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 37884 от 02.10.2009.